Food Science and Technology

ISSN-print: 2073-8684
ISSN-online: 2409-7004
ISO: 26324:2012
Архiви

СТАБІЛЬНІСТЬ ШТАМІВ БАЗИДІАЛЬНИХ МАКРОМІЦЕТІВ ПРИ ЗБЕРІГАННІ У КОЛЕКЦІЇ

##plugins.themes.bootstrap3.article.main##

S. Miros
https://orcid.org/0000-0003-0521-211X
v. Koocherov
https://orcid.org/0000-0002-5541-7829
S. Bilokon
https://orcid.org/0000-0003-3375-1989
A. Sechnyak
https://orcid.org/0000-0002-7014-3053

Анотація

Базидіальні макроміцети можуть служити матеріалом для розробки нових біотехнологій, отримання медичних препаратів, бути компонентами дієтичного харчування, тому потребують найбільш високого рівня якості підтримування та ідентифікування штамів у колекціях. Важливим параметром при цьому є стабільність виділених та описаних колекційних штамів базидіоміцетів, яка сьогодні є одною з ключових проблем довготермінового зберігання колекцій чистих культур. Для колекції базидіоміцетів ОНУ імені І.І. Мечникова, яка  зберігається  методом періодичних пересівів, вона не досліджена. Метою даної роботи є вивчення стабільності зазначеної колекції за швидкістю росту колоній грибів та електрофоретичним спектрам карбоксилестераз при різних строках зберігання культур на твердому сусло-агарі. У роботі використовували штами трьох вікових категорій зберігання на сусло-


агаровому середовищі при температурі 4°С протягом 1, 2 і 3 років. Визначали радіальну швидкість росту їхнього вегетативного міцелію, а також спектри множинних молекулярних форм карбоксилестераз методом вертикального електрофорезу в 7%-м поліакриламідному гелі. Встановлено, що стабільність параметра радіальної швидкості росту вегетативного міцелію A. auricula-judae, F. velutipes, G. lucidum різного строку зберігання висока у відповідності із значеннями коефіцієнтів варіації. В той же час, експресія молекулярних форм карбоксилестераз оказалась достатньо мінливою. Спостерігалися і частково консервативні молекулярні форми, котрі були детектовані для окремих вікових груп штамів, а також для окремих штамів. Отже, швидкість росту колоній є стабільним показником, а молекулярні форми карбоксилестераз штамів різного віку варіабельні.

Ключові слова:
стабільність, базидіоміцети, ростовий коефіцієнт, молекулярні форми карбоксилестераз

##plugins.themes.bootstrap3.article.details##

Як цитувати
Miros, S., Koocherov, v., Bilokon, S., & Sechnyak, A. (2020). СТАБІЛЬНІСТЬ ШТАМІВ БАЗИДІАЛЬНИХ МАКРОМІЦЕТІВ ПРИ ЗБЕРІГАННІ У КОЛЕКЦІЇ. Food Science and Technology, 14(1). https://doi.org/10.15673/fst.v14i1.1647
Розділ
Біопроцеси, біотехнологія харчових продуктів, БАР

Посилання

1. Wan AQIW-M, Norfaizah M, Sugenendran S, Rahayu AP, Sarina A H-L, et al. Fruiting-body-base flour from an oyster mushroom – a waste source of antioxidative flour for developing potential functional cookies and steamed-bun. AIMS Agriculture and Food. 2018;3(4):481-492. https://doi.org/10.3934/agrfood.2018.4.481.
2. Wang X, Xu M, Cheng J, Liu WZX, Zhou P. Effect of Flammulina velutipes on the physicochemical and sensory characteristics of Cantonese sausages. Meat Science. 2019;154:22-8. https://doi.org/10.1016/j.meatsci.2019.04.003.
3. Voron S, Roussel S, Munaut F, Varese GC, Ginepro M, Declerck S, et al. Vitality and genetic fidelity of white-rot fungi mycelia following different methods of preservation. Micological Research. 2009;113(10):1027-38. https://doi.org/10.1016/j.mycres.2009.06.006.
4. Eichlerová I, Homolka L. Preservation of basidiomycetes strains on perlite using different protocols. Mycoscience. 2014;55(6):439-48. https://doi.org/10.1016/j.myc.2014.01.006.


5. Tan DT, Poh PE, Chin SK. Microorganism preservation by convective air-drying – A review. Drying Technology. 2018:36(7):764-79. https://doi.org/10.1080/07373937.2017.1354876.
6. Homolka L. Preservation of live cultures of basidiomycetes – recent methods. Fungal Biol. 2014;118(2):107-125. https://doi.org/10.1016/j.funbio.2013.12.002.
7. Singh SK, Upadhyay RC, Kamal S, Tiwari M. Mushroom cryopreservation and its effect on survival, yield and genetic stability. Cryo Lett. 2004:25(1):23-32.
8. Colauto NB, Cordeiro FA, Geromini KVN, de Lima TG, Lopes AD, Nules RAR, et al. Viability of Agaricus blazei after long-term cryopreservation. Ann Microbiol. 2012;62(2):871-6. https://doi.org/10/1007/s13213-011-0368-5
9. Eichlerová I, Homolka L, Tomsovský M, Lisá L. Long term storage of Pleurotus ostreatus and Trametes versicolor isolates using different cryopreservation techniques and its impact on laccase activity. Fungal Biol. 2015;119(12):1345-53. https://doi.org/10.1016/j.funbio.2015.10.004
10. Odani M, Komatsu Y, Oka S, Iwahashi H. Screening of genes that respond to cryopreservation stress using yeast DNA microarray.
Cryobiology. 2003;47(2):155-64. https://doi.org/10.1016/j.cryobiol.2003.09.001.
11. Sato M, Inaba S, Sukenobe J, Sasaki T, Inoue R, Noguchi M, et al. A modified perlite protocol with a mixed dimethyl sulfoxide and trehalose cryoprotectant improves the viability of frozen cultures of ectomycorrhizal basidiomycetes. Mycologia. 2019;111(1):161-176. https://doi.org/10.1080/00275514.2018.1520035.
12. Ryan MJ. The use of immobilisation for the preservation of Serpula lacrymans. Mycologist. 2001;15(2):65-7. https://doi.org/10.1016/S0269-915X(01)80082-3
13. Daniele N, Campus M, Pellegrini C, Shkëmbi E, Zinno F. Biobanks and clinical research: an “interesting” connection. Peertechz J Cytol Pathol. 2016;1(1):034-043. https://doi.org/10.17352/acp.000005.
14. Tanaka HS, Bertéli MBD, Cordeiro FA, Lopes AD, do Valle JS, Linde GA, et al. Semisolid culture medium improves mycelial recovery of
Agaricus subrufescens cryopreserved in cereal grains. Braz. J. Microbiol. 2019;50:527-32. https://doi.org/10.1007/s42770-019-00063-9.
15. Poyedinok NL, Mikhailova OB, Khodakovsky VM, Dudka I.A. Vliyanie na rostovuiu aktivnost posevnogo materiala kultiviruemykh makromicetov nizkointensivnoho lazernoho izlucheniia. Microbiologiia i Biotehknologiia. 2015;1(29):77-86. https://doi.org/10.18524/23-07-4663.2015.1(29).48037.
16. Tung HJ, Ong CE, Goh YK, Goh YK, Goh KJ. Survival and Pathogenicity of Monokaryotic and Dikaryotic Ganoderma boninense following three different Preservation Methods. Transactions on Science and Technology. 2018;5(1):46-52.
17. Ilyina GV. Ekologo-fiziologicheskii potencial prirodnykh isolyatov ksilotrofnykh basidiomicetov: avtoref. dis. … dokt. biol. nauk. – Saratov, 2011.
18. Ellingboe AH, Raper JR. Somatic recombination in Schizophyllum commune. Genetics. 1962;47(1):85-98.
19. Frankel C. Meiotic-like recombination in vegetative dikaryons of Schizophyllum commune. Genetics. 1979;92(4):1121-26.
20. Longo E, Vezinhet F. Chromosomal rearrangements during vegetative growth of a wild strain of Saccharomyces cerevisiae. Appl. Environ. Microbiol. 1993;59(1):322-6. https://doi.org/10.1128/AEM.59.1.322-326.1993.
21. Talbot NJ, Salch YP, Hamer JE. Karyotypic variation within clonal lineages of the rice blast fungus, Magnaporthe grisea. Appl. Environ. Microbiol. 1993;59(2):585-93. https://doi.org/10.1128/AEM.59.2.585-593.1993.
22. Sakurai K, Yuasa M, Ohji S, Hosoyama A, Sato M, Fujita N, et al. Gene Mutations in Ganoderma lucidum During Long-Term Preservation by Repeated Subculturing. Biopreservation and Biobanking. 2019;17(5):395-400. https://doi.org/10.1089/bio.2018.0149.
23. Dudka IA, ed. Vysshye sedobnye basidiomicety v poverchnostnoi i glubinnoi kulture. Kyiv: Naukova dumka, 1983.
24. Miros S, Bobreshova N, Kucherov V, Buga K, Ivanytsia V. Modyfikacina minlyvist Auricularia auricula-judae pry kultyvuvanni na seredovyshchakh riznogo skladu. Microbiologiia i Biotehknologiia. 2014;2(26):64-73. https://doi.org/10.18524/2307- 4663.2014.2(26).48260.
25. Atramentova LA. Utevskaya OM. Statisticheskie metody v biologii. Gorlovka: Likhtar, 2008.
26. Andrievskii AM. Termochuvstvitelnost molekuliarnykh form hidrolaz efirov karbonovykh kislot lichinok, kukolok i ismfgo Drosophila melanogaster. Visn. Khark. Nac. Univer. imeni V.N. Karazina. Ser. Biol. 2006;748:3-11.
27. Miros S, Dudenko Yu, Bobreshova N, Gudzenko T, Ivanytsia V. Elektroforetychni spektry karboksylesteraz Ganoderma lucidum (Curtis: Fr.) P.Karst. zalezhno vid umov ekstrahuvannia ta substratu vyroshchuvannia. Microbiologiia i Biotehknologiia. 2012;2(18):52- 59.
28. Belyaev DK, ed. Genetika izofermentov. Moskva: Nauka, 1977.
29. Riley R, Salamov AA, Brown DW, Nazy LG, Floudas D, Held DW, et al. Extensive sampling of basidiomycete genomes demonstrates inadequacy of the white-rot/brown-rot paradigm for wood decay fungi. Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 2014;111(27):9923-8. https://doi.org/10.1073/pnas.1400592111.